Epigenetic disturbances in systemic lupus erythematosus

Magdalena Dryglewska1, Bogdan Kolarz2, Maria Majdan1

1 KLINIKA REUMATOLOGII I UKŁADOWYCH CHORÓB TKANKI ŁĄCZNEJ, UNIWERSYTET MEDYCZNY W LUBLINIE, LUBLIN, POLSKA

2 WYDZIAŁ MEDYCZNY, UNIWERSYTET RZESZOWSKI, RZESZÓW, POLSKA

Streszczenie

Toczeń rumieniowaty układowy (TRU) jest przewlekłą, zapalną chorobą autoimmunologiczną, w przebiegu której dochodzi do wzmożonej aktywacji układu immunologicznego i produkcji autoprzeciwciał. Patogeneza choroby jest bardzo złożona i nie do końca poznana. Zaangażowane w nią są czynniki genetyczne, hormonalne oraz środowiskowe. Do tej pory zidentyfikowano około 30 genów zaangażowanych w patomechanizm TRU. Jednak nie u wszystkich genetycznie predysponowanych osób dochodzi do rozwoju choroby. Zjawisko to może być związane ze zmianami epigenetycznymi zachodzącymi pod wpływem czynników środowiskowych. Zmiany te mogą wpływać na ekspresję genów i są potencjalnie dziedziczne, ale nie prowadzą do zmian w sekwencji nukleotydów. Epigenetyczne dysfunkcje zidentyfikowane w przebiegu TRU prowadzą do zmian w ekspresji genów odgrywających kluczową rolę w utrzymywaniu tolerancji immunologicznej organizmu. Główne mechanizmy zmienności epigenetycznej to: metylacja DNA, modyfikacje białek histonowych, a także imprinting genowy. Główne dysfunkcje epigenetyczne wpływające na patogenezę choroby to hipometylacja limfocytów T CD4+ związana z zaburzeniami regulacji szlaków sygnałowych ERK, hipoacetylacja histonów, metylacja lizyny 9 na histonie H3 i reaktywacja nieaktywnego chromosomu X. Ważnym czynnikiem modyfikującym ekspresję genów na poziomie mRNA są zmiany w profilach mikroRNA. U chorych na TRU różne mechanizmy epigenetyczne współdziałają ze sobą nasilając ekspresję bądź wyciszając geny odpowiedzialne za produkcją prozapalnych i przeciwzapalnych cytokin oraz aktywację autoreaktywnych limfocytów B.

Abstract

Systemic lupus erythematosus (SLE) is a chronic inflammatory autoimmune disease that results in uncontrolled immune system activation and overproduction of autoantibodies. The pathogenesis of the disease is complex and not fully understood, nevertheless, genetic and environmental factors play an important role. So far, about 30 genes have been identified to be involved in the SLE pathomechanism. However, not all genetically predisposed individuals develop the disease. This phenomenon can be associated with epigenetic changes that occur under the influence of environmental factors. They can affect gene expression and are potentially hereditary, but do not lead to changes in the nucleotide sequence. Epigenetic dysfunctions, identified in the course of the disease, lead to changes in the expression of genes that play a key role in maintaining the body’s immune tolerance. Major mechanisms of epigenetic variability are: DNA methylation, histone protein modification, non-coding RNA expression, as well as gene imprinting. The major epigenetic dysfunctions affecting the pathogenesis of the disease are global hypomethylation on CD4+ T cells resulting from ERK signaling pathway regulation, histone hypoacetylation, histone H3 lysine methylation, and reactivation of inactive chromosome X. In lupus patients, various epigenetic mechanisms interact with each other, enhancing the expression or silencing of genes responsible for the production of pro-inflammatory and anti-inflammatory cytokines and activation of autoreactive B-lymphocytes.

Wiad Lek 2018, 72, 1 cz. I, 32-39

WSTĘP

Toczeń rumieniowaty układowy (TRU) to przewlekła, zapalna choroba autoimmunizacyjna, w przebiegu której dochodzi do utraty tolerancji na własne antygeny. Wynikiem tego jest niekontrolowana aktywacja układu odpornościowego, produkcja zapalnych cytokin i dużej liczby różnego rodzaju autoprzeciwciał, a w konsekwencji uszkodzenie tkanek i narządów [1, 2]. Etiologia choroby jest bardzo złożona i wciąż, pomimo licznych trwających wiele lat badań, nie do końca poznana. Bardzo ważną rolę w patogenezie TRU odgrywają uwarunkowania genetyczne. Dotyczy to szczególnie genów MHC klasy II i III (IRF5, STAT4, BLK , BANK1 , PDCD1 , MECP2 i TNFSF4) pełniących kluczową rolę w utrzymaniu tolerancji immunologicznej organizmu jak również licznych genów nie związanych z układem zgodności tkankowej HLA [3]. Dotychczas zidentyfikowano około 100 różnych polimorfizmów w obrębie genów zaangażowanych w patogenezę choroby, których występowanie zwiększa prawdopodobieństwo zachorowania. Jednak nie u wszystkich predysponowanych genetycznie osób dochodzi do rozwoju choroby [4]. Przykładem są monozygotyczne bliźnięta, u których przy jednakowych predyspozycjach genetycznych tylko u jednego dochodzi do rozwoju objawów klinicznych TRU [5]. Zjawisko to powiązano ze zmianami w ekspresji genów zachodzącymi pod wpływem czynników środowiskowych.

Opisywaniem tych zjawisk oraz mechanizmów, poprzez które środowisko zewnętrzne wpływa na odczyt DNA zajmuje się epigenetyka. Jest to stosunkowo nowa i dynamicznie rozwijająca się dziedzina nauki zajmująca się wszystkimi modyfikacjami w ekspresji genów, które nie wynikają ze zmian w sekwencji nukleotydów. Klasycznymi przykładami zjawisk regulacji epigenetycznych u ssaków jest np. wyciszenie jednego z chromosomów X u samic, podczas gdy drugi jest aktywnie transkrybowany, „imprinting genowy” czyli wyciszenie jednego z alleli poszczególnych par genów, jak również zjawisko „remodelingu chromatyny”, które jest niezbędne zarówno w procesach transkrypcji, jak i replikacji DNA [6−8].

Modyfikacje epigenetyczne zmieniają odczyt DNA w sposób dynamiczny i przejściowy, zwykle krótkotrwale, ale mogą być dziedziczone [9]. Istnieją liczne obserwacje potwierdzające możliwość międzypokoleniowego przenoszenia znaczników epigenetycznych determinujących określone cechy u potomków. Jedną z pierwszych i bardzo obrazowych była obserwacja stwierdzająca zwiększoną częstość występowania cukrzycy, otyłości, nadciśnienia tętniczego oraz upośledzonej funkcji nerek u dzieci i wnuków matek będących w ciąży podczas wielkiego głodu w Holandii w okresie od listopada 1944 r. do maja 1945 r. Obserwacja ta wskazuje na wpływ odżywiania na ekspresję genów u rozwijającego się płodu. Z kolei fakt, iż zmiany te były obserwowane również u wnuków sugeruje wpływ niedożywienia na zawiązki komórek rozrodczych, które zostają przystosowane do przetrwania w niekorzystnych warunkach środowiska [10, 11].

Na skutek działania czynników środowiska zewnętrznego, cały zbiór modyfikacji DNA i białek histonowych regulujący ekspresję genów, nazywany epigenomem, podlega ciągłym i dynamicznym zmianom. Ekspozycja na niekorzystne czynniki, takie jak: infekcje, stres emocjonalny, niedożywienie, promieniowanie UV, zanieczyszczenie środowiska czy działanie metali ciężkich oraz trucizn prowadzi do modyfikacji w epigenomie i skutkuje zmianami w ekspresji genów [12]. Głównymi mechanizmami epigenetycznej regulacji genów są: metylacja DNA, enzymatyczne modyfikacje białek histonowych, takie jak: metylacja, acetylacja, fosforylacja, ubikwitynacja, suomylacja oraz niekodujące RNA [13].

Za główne dysfunkcje epigenetyczne wpływające na patogenezę TRU uważa się:

– znaczne obniżenie metylacji DNA na limfocytach T CD4+, która jest wynikiem zaburzeń regulacji szlaku sygnałowego kinazy ERK,

– hipoacetylację histonów H3 i H4,

– metylację lizyny 9 na histonie H3,

– reaktywację nieaktywnego chromosomu X,

– zaburzenia w profilach miRNA zmieniające ekspresję genów na poziomie mRNA.

U chorych na TRU różne mechanizmy epigenetyczne współdziałają ze sobą nasilając ekspresję bądź wyciszając geny odpowiedzialne za produkcją prozapalnych i przeciwzapalnych cytokin oraz aktywację autoreaktywnych limfocytów B [14].

ZABURZENIA METYLACJI DNA
W PATOGENEZIE TRU

Metylacja DNA uważana jest za najważniejszy mechanizm modyfikujący ekspresję genów. Jest również jedną z najlepiej poznanych i najtrwalszych modyfikacji epigenetycznych. Polega ona na przyłączeniu trwałym, wiązaniem kowalencyjnym reszty metylowej (-CH3) do zasady azotowej w nici DNA. Metylacji ulega głównie cytozyna w pozycji węgla C5’ w efekcie czego powstaje 5-metylocytozyna. W proces zaangażowana jest grupa enzymów zwanych metylotransferazami DNA (DNMT). Dwie z nich DNMT3a i DNMT3b uczestniczą w metylacji DNA de novo, przyłączając grupę -CH3 do niemetylowanego wcześniej DNA, natomiast DNMT1 odtwarza wzorzec metylacji DNA w procesie replikacji podczas podziałów komórkowych. Inna z metylotransferaz DNA, DNMT2 jest odpowiedzialna za metylację DNA w odpowiedzi na czynniki środowiska, np. stres [15]. Grupa metylowa przyłączana jest do cytozyny w bardzo specyficznych, bogatych w dinukleotyd cytozyna-guanina miejscach, zwanych „wyspami CpG”. Najwięcej takich miejsc znajduje się w regionach promotorowych genów. Przyłączenie grupy metylowej do miejsc promotorowych uniemożliwia czynnikom transkrypcyjnym dostęp do nici DNA oraz rekrutuje białka wiążące metylowane CpG (MBPs), przez co utrudniona zostaje transkrypcja DNA. Głównym celem procesu metylacji jest więc przedtranskrypcyjne „wyciszanie” aktywności genów [16−19]. Oprócz aktywności DNMT w regulacji metylacji DNA biorą również udział enzymy odpowiedzialne za odłączanie grup -CH3 od DNA – demetylazy DNA (DM).

U chorych na TRU stwierdza się „globalne” obniżenie metylacji [5, 18, 20]. Jest ono wynikiem zaburzeń w aktywności enzymów, to jest: obniżonej aktywności metylotransferaz (DNMT1, DNMT3a i 3b) i zwiększonej aktywności demetylaz oraz obecności inhibitorów metylacji. Na zaburzenia metylacji DNA bezpośrednio wpływają czynniki środowiskowe. Na przykład promieniowanie słoneczne wywołuje u chorych na TRU zaostrzenie choroby. Może być to wynikiem hipometylacji regionów promotorowych genów spowodowanej stresem oksydacyjnym, do którego dochodzi podczas ekspozycji na promieniowanie UV czy trucizny, takie jak: pestycydy, krzemionki, dym papierosowy lub zanieczyszczenie środowiska. Z procesem tym wiąże się zwiększenie aktywności genu GADD45A, którego produkt jest uważany za wskaźnik uszkodzenia DNA [21].

Również dieta uboga w foliany oraz metabolity metioniny, które są donorami grup metylowych może być przyczyną obniżonej metylacji DNA. Także stosowane w leczeniu niektórych chorób leki, takie jak 5-azacytydyna, hydralaza i prokainamid mogą hamować DNMT1, powodując demetylację DNA w komórkach odpornościowych, co prowadzi do rozwoju tocznia indukowanego lekami [12].

Konsekwencją obniżonej metylacji DNA jest nadmierna ekspresja genów zaangażowanych w patogenezę TRU. Zaburzenia te stwierdzane są w komórkach układu immunologicznego i wyrażane na limfocytach T zwłaszcza CD4+, limfocytach B, neutrofilach, komórkach NK oraz innych komórkach krwi obwodowej (PBMC) [22]. Rola zaburzeń w metylacji DNA u chorych na toczeń rumieniowaty układowy została opisana w tabeli I.

Jednym z istotniejszych zaburzeń u chorych na TRU jest hipometylacja regionu promotorowego dla genu IFI44L, którego produkt – białko 44 typu INF, wiąże się ze wzrostem stężenia INF, w tym interferonu typu 1 i stymuluje sygnaturową odpowiedź białek szlaku interferonu (IFIT1, IFIT3, MX1, STAT1, USP18, BST2, TRIM22) [21, 22].

Hipometylacja bądź demetylacja stwierdzana jest również w obrębie miejsc promotorowych genów dla cytokin zapalnych między innymi IL-6, IL-4, IL-10, IL-13, IL-17A, powodując nadekspresję ich produktów. Wzrost stężenia cząstek kostymulujących, takich jak: CD11a, CD70, CD40L na komórkach krwi obwodowej u chorych na TRU również wiązany jest z obniżeniem metylacji w regionach wysp CpG genów dla ITGAL, TNFSF7, TNFSF5. Powoduje to zwiększenie autoreaktywności limfocytów T, aktywację limfocytów B oraz produkcję autoprzeciwciał [21, 22].

Innymi wrażliwymi na metylację genami są geny dla perforyny (PRF1) i białka modulatora elementu odpowiedzi na cAMP (CREMα P1). Nadekspresja PRF1 powoduje wzrost cytotoksyczności limfocytów T wobec monocytów. Z kolei wzrost stężenia CREMα P1 powoduje zahamowanie ekspresji IL-2 i wzrost IL-17 co promuje powstawanie limfocytów T efektorowych [23].

Zmiany poziomu metylacji stwierdzane w genach dla HERV-E, HERV-K (geny dla ludzkich endogennych retrowirusów) wyrażane na PBMC u chorych na TRU powodują wzrost stężenia produktów genów co wiąże się z produkcją autoprzeciwciał (anty-U1-RNP) [24].

Uważa się, że zaburzenia metylacji DNA genów predysponujących do rozwoju choroby mogą być dobrymi markerami rozpoznania TRU. W pracy Zhao i wsp. przebadano poziom metylacji promotora genu dla IFI44L na dużej grupie chorych na TRU w stosunku do grupy kontrolnej osób zdrowych, a także z zespołem Sjӧgrena (ZS) i reumatoidalnym zapaleniem stawów (RZS). Stwierdzono, że hipometylacja IFI44L występuje u chorych na TRU zarówno z aktywną, jak i nieaktywną postacią choroby. I jest ona znacząco wyższa u chorych na TRU niż w pozostałych badanych grupach [25].

Jak wykazano w licznych doniesieniach, poziom metylacji regionów promotorowych genów predysponujących do zachorowania na TRU koreluje z aktywnością choroby wyrażaną w skali SLEDAI, jak również z markerami aktywności choroby np. C3, C4. Może więc być rozpatrywany jako potencjalny marker aktywności TRU. Dobrym przykładem jest badanie Coita i wsp., którzy w celu zidentyfikowania loci podatności epigenetycznej na toczniowe zapalenie nerek, porównywali zmiany metylacji DNA limfocytów T CD4+ u chorych na TRU z zajęciem i bez zajęcia nerek oraz w kontrolnej grupie osób zdrowych. W pracy zidentyfikowano obniżoną metylację 191 wysp CpG w obrębie 121 genów u pacjentów z zajęciem nerek w przebiegu tocznia. Do najbardziej hipometylowanych należał gen dla kinazy tyrozynowej TNK2 i fosfatazy DUSP5, które defosforylują i hamują szlak sygnalizacji ERK. U chorych z zajęcie nerek w TRU wykazano również silniejszą demetylację w genach regulowanych interferonem, takich jak: CD80, HERC5, IFI44, IRF7, ISG15, ISG20, ITGAX i PARP12. Zidentyfikowano również miejsce hipometylacji CpG10152449 w genie CHST12, które wskazano jako potencjalny marker prognostyczny toczniowego zapalenia nerek [26].

ZABURZENIA W MODYFIKACJI
HISTONÓW
W TRU

Drugim ważnym mechanizmem epigenetycznej zmienności jest posttranslacyjna modyfikacja białek histonowych. Polega na przyłączaniu różnych grup: acetylowych, metylowych, fosforylowych, sumoylowych czy ubikwitynowych do tzw. ogonków białek, wchodzących w skład histonów, na których nawinięta jest nić DNA.W obrębie histonów zidentyfikowano istnienie ponad 100 różnych modyfikacji, które zmieniają odczyt informacji i nazwane są „kodem histonowym” [11, 27, 28]. Znakowanie histonów, które są wysoce konserwatywnymi białkami, mediowane jest przez liczne enzymy. Za proces acetylacji i deacetylacji, któremu podlega głównie lizyna, odpowiadają – acetylotransferazy histonowe (HATs) i deacetylazy histonowe (HDACs), za proces metylacji i demetylacji − K-metylotransferazy (KTMs) i K-demetylazy (KDMs) [28].

Zaburzenia w ekspresji genów wynikające ze zmian w modyfikacji białek histonowych, które zostały zidentyfikowane u chorych na TRU, to głównie metylacja i acetylacja lizyny na histonie 3 i 4. Uważa się, że zaburzenia te mają znaczący udział w patogenezie choroby [21, 22, 25−28].

Zmiany ładunku elektrycznego w obrębie nukleosomu (oktamer białek histonowych z nawiniętą nicią DNA) spowodowane metylacją czy acetylacją białek histonowych wpływają na konformację chromatyny jądrowej, a tym samym zmieniają dostępność nici DNA dla czynników transkrypcyjnych. Acetylacja lizyny przeważnie powoduje rozluźnienie chromatyny − powstanie euchromatyny, co umożliwia transkrypcję i ekspresję genów. Natomiast metylacja w zależności od miejsca (pozycji przy węglu – C) metylowanej lizyny oraz od liczby przyłączonych grup metylowych może prowadzić do kondensacji chromatyny (heterochromatyna − niedostępna dla czynników transkrypcyjnych) bądź do jej rozluźnienia [9]. Rola metylacji lizyny histonów rdzeniowych w regulacji transkrypcji została opisana w tabeli II .

U chorych na TRU stwierdza się tzw. „globalną” hiperacetylację histonów H3 i H4 dla genów cytokin (IL-17A, IL-10, TNFα), która wyrażona jest na monocytach i limfocytach T i wiąże się z aktywacją transkrypcji i nadmierną produkcją prozapalnych interleukin. Konsekwencją czego jest wzrost autoreaktywności limfocytów T (Th17) (IL-17A), wzmożona aktywacja limfocytów B i nadprodukcja autoprzeciwciał (IL-10) oraz zwiększenie dojrzewania monocytów i produkcja prozapalnych cytokin (TNFα) [3, 14, 21, 23].

Z kolei stwierdzana w przebiegu tocznia deacetylacja H3K18 hamuje transkrypcję genu dla IL-2, co wpływa na obniżenie poziomu IL-2 i zaburzenie równowagi pomiędzy komórkami Treg i T efektorowymi. Deacetylacja ta mediowana jest przez CREMα, który rekrutuje HDAC1 do loci promotora dla IL-2 i wiąże się z aktywnością choroby. Zwiększony poziom CREMα również wiązany jest z występowaniem TRU [14, 21].

Przykładem zaburzeń w ekspresji genów zaangażowanych w patogenezę tocznia jest wyrażająca się na limf T CD4+ hipometylacja lizyny 27 na histonie 3 (H3K27) wpływająca na ekspresję genów dla CD11A i IL-17A. Powoduje ona rozluźnienie chromatyny i aktywuje transkrypcję zwiększając ekspresję cząstek kostymulujących, co z kolei prowadzi do indukcji syntezy cytokin i chemokin, rekrutacji neutrofili oraz wzrostu autoreaktywności limfocytów T [14, 21]. Rolę zaburzeń w modyfikacjach histonu H3 i H4 u chorych na toczeń rumieniowaty układowy opisano w tabeli III. Zaburzenia w acetylacji i metylacji histonów H3 i H4 korelują z aktywnością TRU mierzoną w skali SLEDAI i potencjalnie mogą być wykorzystywanie jako markery aktywności tej choroby. Takim kandydatem jest poziom metylacji H3Kme3 dla genu PTPN22 i LRP1B [28].

Zaburzenia w profilach microRNA
w patogenezie TRU

Trzecim ważnym mechanizmem epigenetycznych zaburzeń stwierdzanych w patomechanizmie TRU są zaburzenia w ekspresji genów spowodowane dysfunkcjami w profilach mikroRNA (miRNA). MiRNA to krótkie około 19−23 nukleotydowe nici endogennych RNA. Należą do dużej grupy niekodujących RNA, które pełnia ważną funkcję w postranskrypcyjnej regulacji genów. Przyłączają się do mRNA w miejscu 5’-UTR na zasadzie komplementarności zasad, prowadząc do wyciszenia ekspresji genu [29]. Jeśli komplementarność ta jest pełna, następuje degradacja transkryptu (mRNA), jeśli zaś komplementarność nie jest całkowita, to przez zablokowanie nici mRNA niemożliwa jest translacja i synteza białka. Wykazano, że miRNA są odpowiedzialne za regulację wielu etapów rozwoju prawidłowo funkcjonujących komórek i tkanek, jak np.: podziały komórkowe, różnicowanie, apoptozę , angiogenezę czy ontogenezę [30, 31]. Profile miRNA są unikatowe i charakterystyczne dla określonych tkanek, a nawet dla poszczególnych etapów rozwoju komórek. Można więc na podstawie wzoru ekspresji miRNA określać stan funkcjonalny komórki [32]. Szacuje się, że regulują one ekspresję około 90% genów kodujących białka i odgrywają kluczową rolę w licznych procesach biologicznych, w tym w utrzymaniu homeostazy immunologicznej [31].

Z uwagi na fakt, że miRNA nie ulegają rozkładowi przez endogenne RNazy i występują w stabilnej formie zarówno w surowicy, jak i w osoczu krwi, są one łatwo dostępnym materiałem. Uważa się, że mogą być doskonałym narzędziem diagnostycznym wykorzystywanym jako marker rozpoznania oraz prognozowania rozwoju wielu chorób, w tym TRU [33, 34].

Proces regulacji ekspresji genów przez miRNA jest jednak dość złożonym mechanizmem, ponieważ jak wykazano, jeden rodzaj miRNA może kontrolować wiele, różnych genów docelowych, jak również jeden transkrypt może być rozpoznawany i kontrolowany przez wiele, nawet do 200 różnych miRNA [21].

Zmiany w profilach miRNA wydają się być silnie związane z rozwojem dysfunkcji immunologicznych występujących we wrodzonej i nabytej odporności. Dzięki rozwojowi badań dokonanemu w ostatnich latach, udało się zidentyfikować niektóre ze zmian w ekspresji miRNA występujące chorobach autoimmunizacyjnych, w tym w TRU czy RZS [11, 35, 36].

Uważa się, że dysregulacje w profilach miRNA stwierdzane u chorych na TRU przyczyniają się do rozwoju choroby. W ich wyniku dochodzi do hiperaktywacji szlaku INF, zwiększenia produkcji prozapalnych cytokin oraz chemokin i zaostrzenia procesu zapalnego. Ponadto poprzez inhibicję mRNA dla DNMT-az może dochodzić do obniżenia metylacji DNA [37].

MiRNA hamują ekspresję genów poprzez związanie ich transkryptu, a niedobór miRNA powoduje nadekspresję genu docelowego. Dzieje się tak w przypadku niedoborów: miRNA-150, -3148, -1246, -let7A, które biorą udział w regulacji ekspresji genów dla TL7 i TL9. W wyniku tego dochodzi do zwiększonej syntezy białek receptorów Toll-like (TL7 i TL9), które są nadmiernie wyrażane na limfocytach, co powodują nadmierna reakcję układu odpornościowego na patogeny [38].

Kolejnym miRNA, którego niedobór wiązany jest z patogenezą TRU jest miR-146a. Jest to ujemny regulator szlaku INF. A jego niedobór odpowiada za nieprawidłową aktywację INF typu 1 i odpowiedź białek sygnaturowych. Takimi zależnym od miR-146a białkami szlaku interferonu są STAT1, Traf6, Irak1 [39]. MiRNA-146a bierze także udział w regulacji szlaku sygnałowego NF-κB i uwalnianiu za pośrednictwem receptora 4 Toll-like (TRL4) cytokin zapalnych [40]. Skutkiem obniżonego stężenia miR-146a jest wzrost produkcji prozapalnych cytokin. W surowicy krwi chorych na TRU stwierdza się obniżone stężenie miR-146a, odwrotnie zaś w moczu, gdzie poziom miR-146a wzrasta i, jak wykazano, zjawisko to związane jest z szybkością filtracji kłębuszkowej [41].

Podobną zależność obserwuje się w stężeniach miRNA -155. To miRNA uczestniczy w różnicowaniu limfocytów T, polaryzacji T do Th2 i tworzeniu przeciwciał oraz generacji INFγ. W większości badań stwierdza się obniżone stężenie miR-155 w surowicy krwi chorych na TRU. Z kolei zwiększone stężenie w moczu wiązało się z białkomoczem i większą aktywnością choroby. Uważa się, że pomiar stężenia miR-155 i –146a mogą stanowić użyteczny marker pomocny w diagnostyce TRU, ocenie jej aktywności a także odpowiedzi na zastosowane leczenie [21, 41].

Obniżony poziom ekspresji miRNA-125a wykrywany w przebiegu tocznia na aktywowanych limfocytach T CD4+, powoduje zwiększoną ekspresję RANTES – hemokiny (CCL5) odpowiedzialnej za rekrutację leukocytów w miejsce zapalenia. W przeciwieństwie do obniżonego stężenia miRNA-125a w aktywowanych limfocytach T, jego zwiększony poziom stwierdzany był w osadzie moczu u dzieci z aktywnym toczniowym zapaleniem nerek i korelował z wskaźnikiem filtracji kłębuszkowej (GFR) [41].

Innym przykładem obniżonej ekspresji genów dla miRNA u chorych na TRU są miRNA-23b i miRNA-30a. Konsekwencją ich niedoborów jest represja Blimp-1, co wiąże się ze wzrostem różnicowania komórek plazmatycznych i produkcją autoprzeciwciał [39].

Z kolei zaburzenia w profilach miRNA związane ze zwiększeniem ich stężenia, powodują obniżoną ekspresję regulowanych przez nie genów. Na przykład wzrost ekspresji miRNA-21, -148a oraz -126, które są komplementarne do mRNA dla DNMT1 i blokują translację tego enzymu, powodując jego niedobory, a w konsekwencji przyczyniając się do hipometylacji DNA. Podobnie miRNA-29b, który jest inhibitorem aktywności DNMT3a i DNMT3b [15, 37]. Mechanizm ten jest szczególnie istotny w przypadku patogenezy TRU, gdzie jako jedno z najważniejszych zaburzeń epigenetycznych wymienia się tzw. ”globalne” obniżenie metylacji, przez co dochodzi do nadmiernej aktywacji wielu genów wrażliwych, między innymi CD70, PDCD4, IFA1 przyczyniających się do rozwoju choroby [37, 39, 41].

PODSUMOWANIE

U chorych na TRU stwierdza się liczne zaburzenia w ekspresji genów zaangażowanych w patogenezę choroby. Przypuszczalnie wynikają one ze zmian w epigenomie komórek układu immunologicznego. Odkrycia ostatnich lat przyniosły szybki rozwój badań, dzięki którym udało się zidentyfikować szereg zaburzeń epigenetycznych odgrywających znaczącą, a być może kluczową rolę w patogenezie choroby. Za główne dysfunkcje uważa się obniżenie metylacji DNA na limfocytach T CD4+, związane m.in. z obniżeniem aktywności DNMT-az, ”globalną” hipoacetylację histonów, metylację lizyny 9 na histonie H3 oraz reaktywację genów nieaktywnego chromosomu X, jak również zaburzenia w profilach miRNA. Mechanizmy te współdziałają ze sobą, przyczyniając się do rozwoju choroby.

Jak wykazano w licznych pracach, zmiany w poziomach metylacji DNA oraz w modyfikacjach białek histonowych dla poszczególnych genów, a także zmiany w profilach miRNA ściśle wiążą się z aktywnością choroby – mogą więc być w przyszłości wykorzystywane jako czułe wskaźniki aktywności TRU. Uważa się, że podobnie jak przeciwciała anty-ds-DNA, mogą być pomocnym markerem prognostycznym w przewidywaniu zaostrzeń choroby, jak również zajęcia narządów w przebiegu TRU.

Epigenetyczne zmiany w odczycie genów zachodzą pod wpływem czynników środowiska i zwykle i są odwracalne, dlatego też mogą stać się ważnym celem terapeutycznym. Jako leki epigenetyczne rozpatrywane są inhibitory demetylacji DNA, blokery deacetylacji, np. trichostatyna A (TSA), kwas suberanilohydroksamowy (SAHA) i kwas 4-fenylomasłowy, givinostat oraz anty-miRNA. Obecnie jednak ze względu na złożoną patogenezę choroby, dużą liczbę zaangażowanych genów oraz mnogość epigenetycznych znaczników nie udało się zaproponować skutecznej terapii „epigenetycznej”. Próby takie są z sukcesem podejmowane w leczeniu chorób nowotworowych, jednak w leczeniu tocznia pozostają jak na razie obiecującą perspektywą.

Piśmiennictwo

1. Majdan M. Wytyczne/zalecenia. Toczeń rumieniowaty układowy. Reumatologia. 2016;1:26-35.

2. Tsokos GC. Systemic Lupus Erythematosus. N Engl J Med. 2011;365:2110-2121.

3. Meroni PL, Penatti AE. Epigenetics and systemic lupus erythematosus: unmet needs. Clin Rev Allergy Immunol. 2016;50:367-376.

4. Deng Y, Tsao BP. Updates in Lupus Genetics. Curr Rheumatol Rep. 2017;19:68.

5. Javierre BM, Fernandez AF, Richter J et al. Changes in the pattern of DNA methylation associate with twin discordance in systemic lupus erythematosus. Genome Res. 2010;20:170-179.

6. Valley CM, Willard HF. Genomic and epigenomic approaches to the study of X chromosome inactivation. Curr Opin Genet Dev. 200;16:240-245.

7. Li B, Carey M, Workman JL. The role of chromatin during transcription. Cell. 2007;128:707-719.

8. Groth A, Rocha W, Verreault A, Almouzni G. Chromatin challenges during DNA replication and repair. Cell. 2007;128:721-733.

9. Oppermann U. Why is epigenetics important in understanding the pathogenesis of inflammatory musculoskeletal diseases. Arthritis Res Ther. 2013;15:209.

10. Barker D, Osmond C, Golding J, Kuh D, Wadsworth M. Growth in utero, blood pressure in childhood and adult life, and mortality from cardiovascular disease. BMJ. 1989;298:564-567.

11. Kolarz B, Majdan M. Epigenetic aspects of rheumatoid arthritis: contribution of non-coding RNAs. Semin Arthritis Rheum. 2017;46:724-731.

12. Somers EC, Richardson BC. Environmental exposures, epigenetic changes and the risk of lupus. Lupus. 2014;23:568-576.

13. Zufferey F, Williams FM, Spector TD. Epigenetics and methylation in the rheumatic diseases. Semin Arthritis Rheum. 2014, 43, 692-700.

14. Relle M, Foehr B, Schwarting A. Epigenetic aspects of systemic lupus erythematosus. Rheum Ther. 2015;2:33-46.

15. Klose RJ, Bird AP. Genomic DNA methylation: The mark and its mediators. Trends Biochem Sci. 2006;31:89-97.

16. Mohan C, Putterman C. Genetics and pathogenesis of systemic lupus erythematosus and lupus nephritis. Nat. Rev. Nephrol. 2015;11:329-341.

17. Hedrich CM, Tsokos GC. Epigenetic mechanisms in systemic lupus erythematosus and other autoimmune diseases. Trends Mol Med. 2011;17:714-724.

18. Wu H, Zhao M, Tan L, Lu Q. The key culprit in the pathogenesis of systemic lupus erythematosus: aberrant DNA methylation. Autoimmun Rev. 2016;15:684-689.

19. Bird AP, Wolffe AP. Methylation-induced repression-belts, braces, and chromatin. Cell. 1999;99:451-454.

20. Hedrich CM, Mabert K, Rauen T, Tsokos GC. DNA methylation in systemic lupus erythematosus. Epigenomics. 2017;9:505-525.

21. Long H, Yin H, Wang L, Gershwin ME, Lu Q. The critical role of epigenetics in systemic lupus erythematosus and autoimmunity. J Autoimmun. 2016;74:118-138.

22. Chen SH, Lv QL, Hu L, Peng MJ, Wang GH, Sun B. DNA methylation alterations in the pathogenesis of lupus. Clin Exp Immunol. 2017;187:185-192.

23. Hedrich CM. Epigenetics in SLE. Curr Rheumatol Rep. 2017;19:58.

24. Nakkuntod J, Sukkapan P, Avihingsanon Y, Mutirangura A, Hirankarn N. DNA methylation of human endogenous retrovirus in systemic lupus erythematosus. J Hum Genet. 2013;58:241-249.

25. Zhao M, Zhou Y, Zhu B et al. IFI44L promoter methylation as a blood biomarker for systemic lupus erythematosus. Ann Rheum Dis. 2016;75:1998-2006.

26. Coit P, Renauer P, Jeffries MA et al. Renal involvement in lupus is characterized by unique DNA methylation changes in naive CD4+ T cells. J Autoimmun. 2015;61:29-35.

27. Strahl BD, Allis CD. The language of covalent histone modifications. Nature. 2000;403:41-45.

28. Araki Y, Mimura T. The histone modification code in the pathogenesis of autoimmune diseases. Mediators Inflamm. 2017;(2017) Article ID 2608605. https://doi.org/10.1155/2017/2608605

29. Wienholds E, Plasterk RH. MicroRNA function in animal development. FEBS Lett. 2005;579:5911-5922.

30. Izzotti A, Calin GA, Arrigo P, Steele VE, Croce CM, De Flora S. Downregulation of microRNA expression in the lungs of rats exposed to cigarette smoke. FASEB J. 2009;23:806-812.

31. Czimmerer Z, Hulvely J, Simandi Z et al. A versatile method to design stem-loop primer-based quantitative PCR assays for detecting small regulatory RNA molecules. PLoS One. 2013;8:e55168.

32. Williams A. Functional aspects of animal microRNAs. Cell Mol Life Sci. 2008;65:545-562.

33. Duttagupta R, Jiang R, Gollub J, Getts RC, Jones KW. Impact of cellular miRNAs on circulating miRNA biomarker signatures. PloS one. 2011;6:e20769.

34. Mitchell PS, Parkin RK, Kroh EM et al. Circulating microRNAs as stable blood-based markers for cancer detection. Proc Natl Acad Sci. 2008;105:10513-10518.

35. Wang H, Peng W, Ouyang X, Li W, Dai Y. Circulating microRNAs as candidate biomarkers in patients with systemic lupus erythematosus. Transl Res. 2012;160:198-206.

36. Castro-Villegas C, Pérez-Sánchez C, Escudero A et al. Circulating miRNAs as potential biomarkers of therapy effectiveness in rheumatoid arthritis patients treated with anti-TNFα. Arthritis Res Ther. 2015;17:1.

37. Zhan Y, Guo Y, Lu Q. Aberrant Epigenetic Regulation in the Pathogenesis of Systemic Lupus Erythematosus and Its Implication in Precision Medicine. Cytogenet. Genome Res. 2016;149:141-155.

38. Teruel M, Alarcón-Riquelme ME. The genetic basis of systemic lupus erythematosus: what are the risk factors and what have we learned. J Autoimmun. 2016;74:161-175.

39. Zan H, Tat C, Casali P. MicroRNAs in lupus. Autoimmunity. 2014;47: 272-285.

40. Quinn SR, O’Neill LA. A trio of microRNAs that control Toll-like receptor signalling. Int Immunol. 2011;23:421-425.

41. Wang Z, Chang C, Peng M, Lu Q. Translating epigenetics into clinic: focus on lupus. Clin Epigenetics. 2017;9:78.

Adres do korespondencji

Magdalena Dryglewska

Klinika Reumatologii i Układowych Chorób Tkanki Łącznej,

ul. Jaczewskiego 8, 20-954 Lublin

tel: 81 7244791

e-mail :magda.dryglewska@umlub.pl,

Nadesłano: 29.11.2017

Zaakceptowano: 15.01.2018

Tabela I. Zaburzenia metylacji DNA u chorych na toczeń rumieniowaty układowy.

Tabela na podstawie [17, 20-23, 26, 41].

Marker metylacji DNA

Populacja komórek

Skutek ekspresji genu docelowego

Efekt kliniczny

Hipometylacja CREMα P1

limfocyty T

Generacja komórek DN T,

Regulacja ekspresji cytokin, promowanie fenotypów efektorowych limfocytów T poprzez hamowanie ekspresji IL-2 i nasilanie Il-17

Pozytywna korelacja z aktywnością TRU

Hipometylacja ESR1

PBMC

Zwiększenie sygnalizacji estrogenowej i aktywacja immunologiczna

Pozytywna korelacja
z aktywnością TRU

Hipometylacja IFI44L

leukocyty

(limocyty TCD4+, BCD19+, monocyty CD14+, neutrofilie)

Wzrost poziomu IFN typu I i odpowiedź sygnaturowa

(IFIT1, IFIT3, MX1, STAT1, USP18, BST2, TRIM22)

Pozytywna korelacja z zajęciem nerek i aktywnością choroby

Hipometylacja IL-10 i IL-1R2

leukocyty

Zwiększony poziom IL-10,
obniżony poziom IL-1

Aktywacja limfocytów B i produkcja autoprzeciwciał

Pozytywna korelacja z aktywnością choroby (SLEDAI)

Hipometylacja IL-6

PBMC

Zwiększony poziom IL-6

Aktywacja limfocytów T i B i indukcja odpowiedzi cytokinowej

Pozytywnie korelacja z uszkodzeniami nerek i zaostrzeniem TRU,
ujemna korelacja z poziomem C3 i C4

Hipometylacja IL-17A i IL-17F

leukocyty

Zwiększony poziom IL-17, zwiększenie produkcji prozapalnych cytokin i chemokin,
rekrutacja neutrofili

Pozytywna korelacja z aktywnością (SLEDAI) i zajęciem narządów w przebiegu TRU

Hipometylacja IL-4

limfocyty T,
komórki NK

Zwiększony poziom IL-4

Zmniejszenie apoptozy limfocytów, dojrzewanie limfocytów B, ekspresja cząsteczek adhezyjnych

Pozytywna korelacja
z aktywnością choroby (SLEDAI)

Hipometylacja ITGAL

(CD11A /LFA1)

PBMC

Wzrost autoreaktywności

limfocytów T

Hipometylacja TNFSF5 CD40L

limfocyty T

Wzrost autoreaktywności

limfocytów T

Pozytywna korelacja z aktywnością TRU

Hipometylacja TNFSF7 CD70

Aktywacja limfocytów B i produkcja autoprzeciwciał

Pozytywna korelacja z aktywnością TRU

Hipermetylacja FOXP3 TSDR

PBMC

Obniżona ekspresja Foxp3.

Zmniejszenie poziomu komórek Treg

Pozytywna korelacja z aktywnością choroby (SLEDAI)

Hipometylacja PRF 1 (perforyna)

limfocyty T CD8+,CD4+, NK)

Indukcja apoptozy monocytów i makrofagów

Hipometylacja HERV-E i HERV-K

limfocyty T

Wzrost stężenia produktów białkowych HERV i indukcja produkcji autoprzeciwciał. Wzrost poziomu ekspresji genów sygnatury INF

Pozytywna korelacja z aktywnością TRU (SLEDAI) i obecnością anty-U1 RNP i anty-Sm, limfopenią oraz hipokomplementemią,

Tabela II. Rola metylacji lizyn histonów rdzeniowych w regulacji transkrypcji [za Koblowska M, Archacki R. (http://docplayer.pl/4279496-Chromatyna–struktura-i-funkcja.html)].

represja transkrypcji

aktywacja transkrypcji

•H3K9me3

•H3K27me3

•H4K20me3

•H3K4me3

•H3K36me3

•H3K79me3

Tabela III. Zaburzenia w acetylacji i metylacji histonów w przebiegu TRU.

Tabela na podstawie [20, 21, 23, 28, 41].

Marker modyfikacji histonu

Populacja komórek

Skutek ekspresji genu docelowego

Efekt kliniczny

Globalna

Hipoacetylacja H3K4

limfocyty T CD4+

Pozytywna korelacja z nasileniem choroby

Deacetylacja H3K18 w regionie promotorowym

IL-2

limfocyty T

Obniżona ekspresja IL-2, zaburzenie hemostazy T reg: T efektorowe

Korelacja kliniczna i związek z TRU

Hiperacetylacja H3K18

Il-17A

IL-10

limfocyty T

Zwiększony poziom IL- 17A

Zwiększony poziom IL- 10

Aktywuje limfocyty B i produkcję autoprzeciwciał

Globalna hiperacetylacja H4

monocyty

Stwierdzona w 179 genach wzmożona ekspresja m.in. ERK, IFNα, p38, NFkB, CREB1

Hiperacetylacja H3, wzmożona ekspresja
TNFα

monocyty

Zwiększenie dojrzewanie monocytów i produkcji prozapalnych cytokin

Hipometylacja H3K27, Zwiększona ekspresja
IL- 17A

limfocyty T CD4+, CD3+

Zwiększony poziom IL- 17A

Indukcja cytokin i chemokin, rekrutacja neutrofili

Hipometylacja H3K27, ITGAL

Zwiększona ekspresja CD11A

limfocyty T CD4+

Autokreatywność limfocytów T

Hipermetylacja H3K4

Zwiększona ekspresja

PBMC

Zaangażowanie kilku genów kandydujących związanych z patogenezą SLE (takich jak PTPN22, LRP1B)